史上最全的30個生物實驗技術及原理!

一、GST pull-down實驗

基本原理：將靶蛋白-GST融合蛋白親和固化在谷胱甘肽親和樹脂上，作為與目的蛋白親和的支撐物，充當一種「誘餌蛋白」，目的蛋白溶液過柱，可從中捕獲與之相互作用的捕獲蛋白」(目的蛋白)，洗脫結合物後通過SDS-PAGE電泳分析，從而證實兩種蛋白間的相互作用或篩選相應的目的蛋白，「誘餌蛋白」和「捕獲蛋白」均可通過細胞裂解物、純化的蛋白、表達系統以及體外轉錄翻譯系統等方法獲得。此方法簡單易行，操作方便。

GST：谷胱甘肽巰基轉移酶（glutathione S-transferase）

二、足印法（Footprinting）

足印法（Footprinting）是一種用來測定DNA-蛋白質專一性結合的方法，用於檢測目的DNA序列與特定蛋白質的結合，也可展示蛋白質因子同特定DNA片段之間的結合。其原理為：DNA和蛋白質結合後，DNA與蛋白的結合區域不能被DNase（脫氧核糖核酸酶）分解，在對目的DNA序列進行檢測時便出現了一段無DNA序列的空白區(即蛋白質結合區)，從而了解與蛋白質結合部位的核苷酸數目及其核苷酸序列。

三、染色質免疫共沉澱技術（Chromatin Immunoprecipitation，ChIP）

基本原理：在生理狀態下把細胞內的DNA與蛋白質交聯在一起，通過超聲或酶處理將染色質切為小片段後，利用抗原抗體的特異性識別 反應，將與目的蛋白相結合的DNA片段沉澱下來。染色質免疫沉澱技術一般包括細胞固定，染色質斷裂，染色質免疫沉澱，交聯反應的逆轉，DNA的純化及鑒定。

ChIP是研究體內蛋白質與DNA相互作用的有力工具，利用該技術不僅可以檢測體內反式因子與DNA的動態作用，還可以用來研究組蛋白的各種共價修飾以及轉錄因子與基因表達的關係。

四、基因晶元（又稱 DNA 晶元、生物晶元）技術

基因晶元指將大量探針分子固定於支持物上後與標記的樣品分子進行雜交，通過檢測每個探針分子的雜交信號強度進而獲取樣品分子的數量和序列信息。通俗地說，就是通過微加工技術 ，將數以萬計、乃至百萬計的特定序列的DNA片段（基因探針），有規律地排列固定於2cm2 的矽片、玻片等支持物上，構成的一個二維DNA探針陣列，被稱為基因晶元。基因晶元主要用於基因檢測工作 。

基本原理：雜交測序方法，即通過與一組已知序列的核酸探針雜交進行核酸序列測定的方法，在一塊基片表面固定了序列已知的八核苷酸的探針。當溶液中帶有熒游標記的核酸序列TATGCAATCTAG，與基因晶元上對應位置的核酸探針產生互補匹配時，通過確定熒光強度最強的探針位置，獲得一組序列完全互補的探針序列。

據此可重組出靶核酸的序列。

五、高效液相色譜（HPLC）

高效液相色譜法是在經典色譜法的基礎上，引用了氣相色譜的理論，在技術上，流動相改為高壓輸送；色譜柱是以特殊的方法用小粒徑的填料填充而成，從而使柱效大大高於經典液相色譜（每米塔板數可達幾萬或幾十萬）；同時柱後連有高靈敏度的檢測器，可對流出物進行連續檢測。

高壓泵將貯液罐的流動相經進樣器送入色譜柱中，然後從檢測器的出口流出，這時整個系統就被流動相充滿。

當欲分離樣品從進樣器進入時，流經進樣器的流動相將其帶入色譜柱中進行分離，分離後不同組分依先後順序進入檢測器。

記錄儀記錄進入檢測器的信號，得到液相色譜圖。

六、酵母雙雜交（Y2H）

七、噬菌體展示技術

噬菌體展示技術是將外源蛋白或多肽的DNA序列插入到噬菌體外殼蛋白結構基因的適當位置，在閱讀框正確且不影響其他外殼蛋白正常功能的情況下，使外源基因隨外殼蛋白的表達而表達，同時，外源蛋白隨噬菌體的重新組裝而展示到噬菌體表面的生物技術。

被展示的多肽或蛋白可以保持相對獨立的空間結構和生物活性，利於靶分子的識別和結合。肽庫與固相上的靶蛋白分子經過一定時間孵育後，洗去未結合的遊離噬菌體，然後以競爭受體或酸洗脫下與靶分子結合吸附的噬菌體，洗脫的噬菌體感染宿主細胞後經繁殖擴增，進行下一輪洗脫，經過3輪～5輪的「吸附-洗脫-擴增」後，與靶分子特異結合的噬菌體得到高度富集。所得的噬菌體製劑可用來做進一步富集有期望結合特性的目標噬菌體。

特點：建立了基因型與表現型之間的對應關係。

八、RNA提取（Trizol法）

Trizol試劑中的主要成分為異硫氰酸胍和苯酚，其中異硫氰酸胍可裂解細胞，促使核蛋白體的解離，使RNA與蛋白質分離，並將RNA釋放到溶液中。當加入氯仿時，它可抽提酸性的苯酚，而酸性苯酚可促使RNA進入水相，離心後可形成水相層和有機層，這樣RNA與仍留在有機相中的蛋白質和DNA分離開。水相層（無色）主要為RNA，有機層（黃色）主要為DNA和蛋白質。

九、RT-PCR

RT-PCR是將RNA的反轉錄（RT）和cDNA的聚合酶鏈式擴增（PCR）相結合的技術。首先經反轉錄酶的作用從RNA合成 cDNA，再以cDNA為模板，擴增合成目的片段。

RT-PCR可以一步法或兩步法的形式進行。

在兩步法RT-PCR中，每一步都在最佳條件下進行。

實驗步驟：

1、RNA的提取；

2、反轉錄合成cDNA；

3、PCR擴增；

4、產物的電泳和結果的測定。

十、實時熒光定量PCR（Q—PCR）（Real-time Quantitative PCR ）

利用熒光信號的變化實時檢測PCR擴增反應中每一個循環擴增產物量的變化，通過Ct值和標準曲線的關係對起始模板進行定量分析。

閾值：是循環開始3～15個循環的熒光信號的標準偏差的10倍，設定在擴增曲線指數增長期。

C(t)值：熒光信號（擴增產物）到達閾值時所經過的擴增循環次數。

十一、BCA法測蛋白質濃度

十二、大腸桿菌感受態細胞（E.coli DH5α）製備

1、前夜接種受體菌（DH5?或DH10B），挑取單菌落於LB培養基中37℃搖床培養過夜（約16小時）；

2、取1ml過夜培養物轉接於100ml LB培養基中，在37℃搖床上劇烈振蕩培養約2.5-3小時（250-300rpm）；

3、將0.1M CaCl2溶液置於冰上預冷；以下步驟需在超凈工作台和冰上操作；

4、吸取1.5ml培養好的菌液至1.5ml離心管中，在冰上冷卻10分鐘；

5、4℃下3000 g冷凍離心5分鐘；

6、棄去上清，加入100微升預冷0.1M CaCl2溶液，用移液槍輕輕上下吸動打勻，使細胞重新懸浮，在冰放置20分鐘；

7 、4℃下3000 g冷凍離心5分鐘；

8 、棄去上清，加入100微升預冷0.1M CaCl2溶液，用移液槍輕輕上下吸動打勻，使細胞重新懸浮；

9 、細胞懸浮液可立即用於轉化實驗或添加冷凍保護劑（15% - 20%甘油）後超低溫冷凍貯存備用（－70℃）。

十三、鹼變性提取質粒DNA

鹼變性提取質粒DNA是基於染色體DNA與質粒DNA的變性與復性的差異而達到分離目的。

在pH=12.6的鹼性條件下，染色體DNA的氫鍵斷裂，雙螺旋結構解開而變性。質粒DNA的大部分氫鍵也斷裂，但超螺旋共價閉合環狀的兩條互補鏈不會完全分離，當用pH4.8的NaAc高鹽緩衝液去調節其pH至中性時，變性的質粒DNA又恢復原來的構型，保存在溶液中，而染色體DNA不能復性而形成纏連的網狀結構，通過離心，染色體DNA與不穩定的大分子RNA、蛋白質-SDS複合物等一起沉澱下來而被除去。

十四、目的基因的連接、轉化及克隆篩選

（1）總過程：

分---PCR分離目的基因（PCR克隆、同源克隆、文庫篩選）

切---限制性內切酶切割（粘性末端、平末端）

接---目的基因與載體相連（限制性內切酶切割）

轉---轉入宿主細胞

篩---篩選陽性重組體

原理：利用DNA聚合酶反應時都有在PCR產物的3』末端添加一個或者幾個A鹼基的特性和利用T載體3』末端的T鹼基和PCR產物的A鹼基互補配對，經連接酶作用，完成與載體的連接。

感受態細胞：經過電擊、 CaCl2、 RuCl等化學試劑處理後，細胞膜的通透性發生變化，成為能容許外源 DNA 分子通過時細胞的狀態。

十五、RNA干擾（RNAi）

一些小的雙鏈RNA(siRNA)可以通過促使特定基因的mRNA降解來高效、特異的阻斷體內特定基因表達，誘使細胞表現出特定基因缺失的表型，稱為RNA干擾（RNAi）。

十六、cDNA 末端快速擴增技術

（rapid amplification of cDNA ends,RACE）

一種基於mRNA反轉錄和 PCR技術建立起來的、以部分的已知區域序列為起點，擴增基因轉錄本的未知區域，從而獲得mRNA(cDNA)完整序列的方法。

簡單說就是一種從低丰度轉錄本中快速增長cDNA5』和cDNA3』末端，進而獲得獲得全長cDNA簡單而有效的方法。

該方法具有快捷、方便、高效等優點，可同時獲得多個轉錄本。近年來RACE技術已逐漸取代了經典的cDNA文庫篩選技術，成為克隆全長cDNA序列的常用手段。

十七、mRNA差異顯示技術（DD-PCR）

mRNA差異顯示技術是將mRN A逆轉錄技術和PCR技術相結合的一種RNA指紋圖譜技術。每一種細胞（包括同一組織細胞經過不同的處理）都有其特異表達的不同於其他組織細胞的基因譜（有差異基因表達），即特異的RNA指紋圖譜。

差異基因表達是細胞分化的基礎，正是這些基因在細胞中的特異表達與否，決定了生命歷程中細胞的發育和分化、細胞周期調節、細胞衰老和凋亡等。

mRNA DDR T－PCR 技術是對組織特異性表達基因進行分離的一種快速而行之有效的方法。 其基本原理是從基因背景相同的2個或幾個被比較的細胞系或組織中提取總RNA，逆轉錄成cDNA ，用不同引物對，進行PCR 擴增，擴增時加入同位素標記的核苷酸。利用測序膠電泳技術分離PCR 產物，經放射自顯影即可找到差異表達的基因。

十八、抑制差減雜交

是由Diatchenko等建立的以抑制性PCR和DNA差減雜交方法相結合的方法。

依據的主要技術有兩點：

(1)消減雜交；

(2)抑制PCR。經抑制差減雜交後的cDNA群體不僅富集了差異表達基因(目的基因)，而且目的基因間丰度的差異經過均等化作用已基本消除，使消減後的cDNA群體為丰度一致的目的基因群體。

抽提兩種不同來源組織的mRNA(tester和driver)，反轉錄成 cDNA,用4鹼基識別酶(RsaI)或HaeIII酶切兩種cDNA產生平端片段；將testerc DNA分成均等的兩份，分別接上dapter1和adapter2兩種接頭，並與過量的經RsaI消化的driver樣本變性後退火雜交。

第一次雜交後的4種產物：

a 單鏈testercDNA

b 自身退火的testercDNA雙鏈

c tester和driver的異源雙鏈

d drivercDNA

根據復性動力學原理，丰度高的單鏈cDNA退火時產生同源雜交速度快於丰度低的單鏈cDNA，因此第一次雜交使得丰度有差別的cDNA的單鏈分子的相對含量趨向一致。混合兩份雜交樣品，同時加入新的變性driver cDNA 進行第二次消減雜交。雜交完全後補平末端，加入合適引物(即adapter1和adapter2的部分特異序列)進行PCR擴增，只有含不同接頭的雙鏈DNA分子才可進行指數擴增,擴增產物即為目的片段。利用adapter上的酶切位點可進行克隆、測序等。

十九、蛋白質晶元

二十、Northern blot

二十一、Southern blot

二十二、熒光共振能量轉移

二十三、雙分子熒光技術

二十四、酶聯免疫吸附測定（ELISA）

ELISA是一種免疫測定（immunoassay，IA）。

原理：抗原或抗體的固相化及抗原或抗體的酶標記。加入酶反應的底物後，底物被酶催化成為有色產物，產物的量與標本中受檢物質的量直接相關，由此進行定性或定量分析。

二十五、雙向凝膠電泳（2-DE）

原理是第一向基於蛋白質的等電點不同用等電聚焦分離，第二向則按分子量的不同用SDS-PAGE分離，把複雜蛋白混合物中的蛋白質在二維平面上分開。

二十六、mRNA的分離與純化（寡聚(dT)纖維素柱純化mRNA）

真核細胞的mRNA分子最顯著的結構特徵是具有5』端帽子結構（m7G）和3』端的Poly(A)尾巴。絕大多數哺乳類動物細胞mRNA的3』端存在20-30個腺苷酸組成的Poly（A）尾，通常用Poly（A+）表示。這種結構為真核mRNA的提取，提供了極為方便的選擇性標誌，寡聚（dT）纖維素或寡聚（U）瓊脂糖親合層析分離純化mRNA的理論基礎就在於此。

mRNA的分離方法較多，其中以寡聚（dT）-纖維素柱層析法最為有效，已成為常規方法。此法利用mRNA 3』末端含有Poly（A+）的特點，在RNA流經寡聚（dT）纖維素柱時，在高鹽緩衝液的作用下，mRNA被特異地結合在柱上，當逐漸降低鹽的濃度時或在低鹽溶液和蒸餾水的情況下，mRNA被洗脫，經過兩次寡聚（dT）纖維柱後，即可得到較高純度的mRNA。

二十七、His-tag純化蛋白

His?Tag序列（6、8或10個連續的組氨酸殘基）與固定在基於NTA(氮川三乙酸鎳) -和IDA- 的His?Bind樹脂上的二價陽離子Ni2+結合。洗去未結合蛋白後，用咪唑或稍低的pH洗脫並回收目標蛋白。該通用系統使得可在溫和、非變性條件，或存在6M胍或尿素條件下純化蛋白。

二十八、RNA酶保護試驗方法

(RNase Protection Assay，RPA)

RNA酶保護法是近十年發展起來的一種全新的mRNA定量分析方法。

基本原理：將標記的特異RNA探針（32P或生物素）與待測的RNA樣品液相雜交，標記的特異RNA探針按鹼基互補的原則與目的基因特異性結合，形成雙鏈RNA；未結合的單鏈RNA經RNA酶A或RNA酶T1消化形成寡核糖核酸，而待測目的基因與特異RNA探針結合後形成雙鏈RNA，免受RNA酶的消化，故該方法命名為RNA酶保護實驗。

與Northern blot和RT-PCR比較，RPA有以下幾個優點：

1. 檢測靈敏度比Northern雜交高。

由於Northern雜交步驟中轉膜和洗膜都將造成樣品和探針的損失，使靈敏度下降，而RPA將所有雜交體系進行電泳，故損失小，提高了靈敏度。

2. 由於PCR擴增過程中效率不均一和反應「平台」問題，基於PCR產物量進行分析所得數據的可靠性將下降，而RPA沒有擴增過程，因此，分析的數據真實性較高。

3.由於與反義RNA探針雜交的樣品RNA僅為該RNA分子的部分片段，因此，部分降解的RNA樣品仍可進行分析。

4.步驟較少，耗時短。與Northern雜交相比，省去了轉膜和洗膜的過程。

5.RNA-RNA雜交體穩定性高，無探針自身復性問題，無須封閉。

6.一個雜交體系中可同時進行多個探針雜交，無競爭性問題。

7. 檢測分子長度可以任意設置，靈活性大。

RPA的缺點是需要同位素標記探針。

二十九、免疫組化

三十、各種分子標記技術的比較

限制性片段長度多態性(Restriction fragment length polymorphisms ，RFLP) 可以作為遺傳標記,開創了直接應用DNA多態性的新階段,是最早應用的分子標記技術。

RFLP 是檢測DNA 在限制性內切酶酶切後形成的特定DNA 片段的大小,反映DNA 分子上不同酶切位點的分布情況,因此DNA 序列上的微小變化,甚至1 個核苷酸的變化,也能引起限制性內切酶切點的丟失或產生, 導致酶切片段長度的變化。

隨機擴增多態DNA (Randomamplified polymorphic DNA ，RAPD) 技術，由於其獨特的檢測DNA 多態性的方式使得RAPD技術很快滲透於基因研究的各個領域。RAPD 是建立於PCR 基礎之上的分子標記技術。

基本原理：利用一個隨機引物(8～10 個鹼基) 通過PCR 反應非定點地擴增DNA 片段,然後用凝膠電泳分離擴增片段來進行DNA 多態性研究。對任一特定引物而言,它在基因組DNA 序列上有其特定的結合位點,一旦基因組在這些區域發生DNA 片段插入、缺失或鹼基突變,就可能導致這些特定結合位點的分布發生變化,從而導致擴增產物的數量和大小發生改變,表現出多態性。

擴增片段長度多態技術(AFLP) ,又名限制片段選擇擴增技術(Selective restriction fragment amplifi2cation ，SRFA) ，1993 年，荷蘭KEYGENE 公司的Zabean 和Vos 等發明。AFLP 是近年來迅速發展起來的一種分子標記技術，它將基因組DNA 用成對的限制性內切酶雙酶切後產生的片段用接頭(與酶切位點互補) 連接起來，並通過5′端與接頭互補的半特異性引物擴增得到大量DNA 片段，從而形成指紋圖譜的分子標記技術。AFLP 指紋呈孟德爾式共顯性和顯隱性遺傳。

SSR 也稱微衛星DNA ，是一類由幾個(多為2～6個) 鹼基組成的基序串聯重複而成的DNA 序列，其中最常見的是雙核苷酸重複,即(CA) n和(TG) n ，每個微衛星DNA 的核心序列結構相同，重複單位數目10～60 個,其高度多態性主要來源於串聯數目的不同。

不同遺傳材料重複次數不同，導致了SSR 長度的高度變異性,這一變異性正是SSR 標記產生的基礎。

單核苷酸多態性(Single nucleotide polymorphism ，SNP) 被稱為第3 代DNA 分子標記,是指同一位點的不同等位基因之間個別核苷酸的差異,這種差異包括單個鹼基的缺失或插入，更常見的是單個核苷酸的替換，且常發生在嘌呤鹼基(A 與G) 和嘧啶鹼基(C 與T) 之間。SNP 標記可幫助區分兩個個體遺傳物質的差異，被認為是應用前景最好的遺傳標記。

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